Cómo realizar correctamente la extracción de un hemocultivo

¿Cómo realizar correctamente la extracción de un hemocultivo?

Marzo 2021

 

Autor: Dr. José Luis Gómez Urquiza

Fecha de elaboración: 21/01/2021

El hemocultivo es una prueba diagnóstica que permite analizar si existen bacterias u otros agentes infecciosos en una muestra de sangre.

Sin poder generalizar completamente, un hemocultivo estaría indicado en un pico febril (una temperatura superior a > 38 grados), presencia de escalofríos o, en el caso de ancianos y neonatos, en presencia hipotermia.

 

PROCEDIMIENTO DE REALIZACIÓN DE UN HEMOCULTIVO

La extracción de la muestra se realiza mediante venopunción periférica. El equipo de hemocultivo debe cambiarse para cada hemocultivo y además se deberá cambiar también el lugar de la venopunción.

No se deben utilizar dispositivos intravasculares para la extracción (salvo para valorar si está infectado el dispositivo, que debería acompañarse además de una extracción en una vía periférica diferente).

La extracción debería realizarse en el momento de la aparición de la fiebre cuando existe infección aguda, ya que es el momento de mayor número de bacterias presentes en sangre. Un momento adecuado es el pico febril, que suele instaurarse tras la aparición de escalofríos. No se podrán administrar antibióticos antes de la extracción y solo en el caso de que esto no fuera posible, se esperaría al momento previo a la administración de la siguiente dosis antibiótica para la extracción.

El volumen de extracción guarda relación con el paciente y su peso. En adultos estaría indicado un volumen de 10-20ml, que se dividirían entre el frasco aerobio y anaerobio. En niños pequeños el volumen sería de 1-5ml en función del peso. La dilución en adulto sería 1:10 y en niños 1:5.

En adultos se extraen habitualmente dos o tres hemocultivos en sospecha de sepsis aguda o infección a distancia, mientras que, si se sospecha de endocarditis, infección de dispositivo protésico o infección de catéter, se suelen extraer 3 o 4 para diferenciar entre bacteriemia y contaminación (en estos casos aumentaría el volumen de extracción). En niños suele ser 1 único cultivo aerobio, recomendándose dos extracciones si el peso del niño fuese superior a 1kg.

Respecto al tiempo entre un hemocultivo y otro, sin existir una recomendación universal, se recomienda que se separen entre 10 y 30 minutos salvo contraindicación por urgencia. Se podría repetir el proceso a las 24-48 horas en hemocultivos negativos sin origen claro de la infección y a las 48-72 horas para confirmar si se aísla el mismo microorganismo, aunque este instaurado el antibiótico.

El procedimiento, que debe realizarse con las máximas condiciones de asepsia, seguiría la siguiente secuencia:

  1. Uso de mascarilla y guantes (preferiblemente estériles).
  2. Limpiar los tapones de los frascos con clorhexidina 2% y dejar secar.
  3. Selección de lugar de punción.
  4. Desinfección de la piel con clorhexidina 2% (en mayores de 2 meses) y dejar que haga su acción.
  5. Punción sin volver a tocar la piel con la mano.
  6. No poner en contacto el algodón/gasa y la aguja.
  7. Extracción de sangre. Volumen en función del número de frascos: 10-15 ml por frasco en adultos y entre 1 y 5ml en pediatría.
  8. Introducir la sangre primero en el frasco anaerobio en el caso de extracción con aguja y jeringa (evitar la entrada de aire) o primero en el frasco aerobio en caso de extracción con sistema de vacío y palometa. Limpiar tapón de nuevo y no cubrir.
  9. Inocular frasco aerobio o anaerobio en función de cual se ha llenado primero. Limpiar tapón de nuevo y no cubrir.
  10. Inocular otros tubos si hubiese. Limpiar tapón de nuevo y no cubrir.
  11. Agitación suave de los frascos.
  12. Traslado urgente de los frascos a laboratorio, si no mantener a temperatura ambiente.

BIBLIOGRAFÍA

  • Guna Serrano MR, Larrosa Escartín N, Marín Arriaza M, Rodríguez Díaz JC. Diagnóstico microbiológico de la bacteriemia y la fungemia: hemocultivos y métodos moleculares. Enfermedades Infecciosas Microbio. Clin. 2019; 37(5):335-340.
  • Grupo de trabajo de la GPC Enfermera sobre Hemocultivos. GPC enfermera sobre hemocultivos. Instituto Español de Investigación Enfermera; 2020. GPC Enfermera en el Instituto Español de Investigación Enfermera: Madrid nº 2020/01
  • Rodríguez Diaz JC, Guna Serrano R, Larrosa Escartín N, Marín Arriaza M. Diagnóstico de la bacteriemia y la fungemia: hemocultivos y métodos moleculares. 2017. 62. Rodríguez Diaz JC (coordinador). Procedimientos en Microbiología Clínica. Cercenado Mansilla E, Cantón Moreno R (editores). Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (SEIMC). 2017.

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En este libro trataremos los fármacos que están indicados en trastornos digestivos, principalmente en aquellos relacionados con la acidez y con alteraciones de la motilidad.

 

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Webinar: ACOMPAÑAMIENTO ENFERMERO DURANTE LA PANDEMIA COVID-19

Webinar: ACOMPAÑAMIENTO ENFERMERO DURANTE LA PANDEMIA COVID-19

Fecha: jueves 4 de Marzo del 2021 a las 17.00 h

Descripción: La Dra. Marisa de la Rica presentará los resultados de un proyecto en el que se investigó el acompañamiento enfermero en los últimos momentos de vida en pacientes con COVID-19.

 

Ponentes:

  • Dra. Marisa de la Rica Escuín
    Enfermera en el Instituto de Investigación Sanitaria de Aragón, presidenta de AECPAL, vicepresidenta de SECPAL y vocal de geriatría del Colegio de Enfermería de Zaragoza.
  • Carlos Valdespina Aguilar
    Enfermero y Director de SalusPlay. Moderador del Webinar.

Inscripción hasta completar plazas: https://www.salusone.app/explora/webinars/acompanamiento-enfermero-durante-la-pandemia-covid-19

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Consultoría VACUNAS SARS-CoV-2 – Novedad Semanal SalusOne

Viendo las numerosas dudas planteadas por much@s enfermer@s en el webinar “Vacunas frente al Coronavirus”, hemos incluido en SalusOne un nuevo servicio de consultoría sobre las VACUNAS frente al SARS-CoV-2.

 

A través de la sección 👉 PREGUNTA de SalusOne, todas las enfermeras podrán preguntar cualquier duda que tengan sobre la vacunación frente al SARS-CoV-2, siendo respondida por José Antonio Forcada Segarra, presidente de la Asociación Nacional de Enfermería y Vacunas (ANENVAC).

 

En el siguiente vídeo se explica cómo utilizar este nuevo servicio: https://youtu.be/4deIItZqnDo

 

Novedad Semanal SalusOne: Salinización o Heparinización de una Vía Venosa (Resumen Basado en Evidencias + Infografía)

¿Es mejor el uso de suero salino o la heparinización en catéteres de vía venosa?

 

Febrero 2021 

Autor: Dr. José Luis Gómez Urquiza

Fecha de elaboración: 20/11/2020

 

El uso y mantenimiento de los catéteres venosos es una de las tareas diarias más realizadas por las enfermeras. Una duda recurrente suele ser si es más adecuado el mantenimiento de la vía con suero salino o con heparina. Por ello, presentamos a continuación la evidencia más reciente sobre la temática basada en revisiones sistemáticas y meta-análisis.

 

CATÉTERES VENOSOS PERIFÉRICOS

En los catéteres venosos periféricos la evidencia no avala que existan diferencias entre el uso de suero salino o heparina en el mantenimiento de la permeabilidad y la prevención de las complicaciones. Además, los estudios suelen recomendar el suero salino por su eficiencia, seguridad, coste-efectividad y facilidad de uso1. Sin embargo, valorando únicamente la heparina, es importante indicar que un meta-análisis que comparaba el uso de una infusión continua de heparina frente al uso de lavados intermitentes de heparina, informa de que el uso continuo de esta mejoraba la duración de la permeabilidad y disminuía los fallos de infusión y la flebitis2.

 

CATÉTERES VENOSOS CENTRALES

En los catéteres venosos centrales en adultos, la diferencia existente comparando el uso de heparina frente al suelo salino es mínima, mostrando menores oclusiones con heparina, pero siendo baja la calidad de la evidencia. No existen diferencias en términos de duración de la permeabilidad y en resultados de seguridad como la sepsis, la mortalidad o la hemorragia. La calidad de la evidencia científica va desde baja a moderada3-5.

 

En el caso de los catéteres venosos centrales de larga duración en niños no existe suficiente evidencia de calidad para recomendar el uso de lavados intermitentes de heparina frente a lavados intermitentes de suero salino para la prevención de la oclusión, sepsis o duración del catéter6. Los catéteres impregnados en heparina, a pesar de ser necesarios más estudios y con mejor diseño metodológico, no tienen efecto sobre la trombosis en relación con el catéter y muestran una reducción en la sepsis y colonización bacteriana7.

 

CONCLUSIÓN

En conclusión, no parece existir evidencia suficiente que apoye el uso de la heparina frente al uso del suero salino en el mantenimiento de los catéteres endovenosos. Ni en lo referente a su permeabilidad y oclusión, ni a las posibles complicaciones existentes.

BIBLIOGRAFÍA

  1. Sotnikova C, Fasoi G, Efstathiou F, Kaba E, Bourazani M, Kelesi M. The Efficacy of Normal Saline (N/S 0.9%) Versus Heparin Solution in Maintaining Patency of Peripheral Venous Catheter and Avoiding Complications: a Systematic Review. Mater Socio Medica. 2020;32(1):29.
  2. You T, Jiang J, Chen J, Xu W, Xiang L, Jiao Y. Necessity of heparin for maintaining peripheral venous catheters: A systematic review and meta-analysis. Experimental and Therapeutic Medicine. Spandidos Publications. 2017; 14:1675–84.
  3. López-Briz E, Ruiz Garcia V, Cabello JB, Bort-Martí S, Carbonell Sanchis R, Burls A. Heparin versus 0.9% sodium chloride locking for prevention of occlusion in central venous catheters in adults. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2018; 7(7):CD008462.
  4. Sharma S, Mudgal S, Gaur R, Sharma R, Sharma M, Thakur K. Heparin flush vs. normal saline flush to maintain the patency of central venous catheter among adult patients: A systematic review and meta-analysis. J Fam Med Prim Care. 2019;8(9):2779.
  5. Zhong L, Wang HL, Xu B, Yuan Y, Wang X, Zhang Y ying, et al. Normal saline versus heparin for patency of central venous catheters in adult patients – a systematic review and meta-analysis. Crit Care. 2017;21(1):5.
  6. Bradford NK, Edwards RM, Chan RJ. Normal saline (0.9% sodium chloride) versus heparin intermittent flushing for the prevention of occlusion in long-term central venous catheters in infants and children. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2020; 4(4):CD010996.
  7. Shah PS, Shah N. Heparin-bonded catheters for prolonging the patency of central venous catheters in children. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2014; 25(2):CD005983.

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¿Cómo realizar correctamente una prueba PCR?

¿Cómo realizar correctamente una prueba PCR?

Diciembre 2020

 

Autor: Dr. José Luis Gómez Urquiza

Fecha de elaboración: 19/10/2020

La prueba diagnóstica PCR, cuyo nombre proviene de las siglas “Reacción en Cadena de la Polimerasa” en inglés, amplifica el material genético de los microorganismos detectados. Se trata de una prueba con alta especificidad para la detección de microorganismos. Por lo tanto, además de la detección del coronavirus SARS-CoV-2, puede detectar otros microorganismos.

En el caso del coronavirus, el material se obtiene mediante el frotis nasofaríngeo y/o orofaríngeo.

A pesar de la fiabilidad de la prueba diagnóstica, la buena realización del procedimiento para la recogida de la muestra de frotis también es un punto clave. A continuación, se indica el procedimiento correcto para la toma de muestras para una prueba PCR.

 

PROCEDIMIENTO DE REALIZACIÓN DE UNA PCR

El personal encargado de la toma de la muestra deberá llevar el siguiente material de protección: bata, mascarilla FFP2, guantes y protección ocular.

El procedimiento y material varía en función de la zona de donde se obtenga el frotis y según el Ministerio de Sanidad la muestra se tomaría como se indica a continuación.

En el caso del frotis nasofaríngeo se usará el hisopo flexible y fino (de dacrón o poliéster) del kit para la toma de muestras del coronavirus SARS-CoV-2. Los pasos se describen a continuación:

  1. Indicar a la persona que se siente e incline ligeramente hacia atrás la cabeza.
  2. El hisopo se introduce de forma paralela al paladar por las fosas nasales, primero por una narina hasta alcanzar la rinofaringe y a continuación por la otra.
  3. El hisopo se mantendrá en la zona en torno a 5 segundos para absorber secreciones y se harán 2 o 3 rotaciones de 180 grados.
  4. Retirar lentamente hacia atrás el hisopo a la vez que se gira.
  5. El hisopo ha de introducirse en los tubos estériles de inmediato, cortando la parte sobrante para poder cerrar correctamente el tubo. Los tubos vienen preparados con 2 a 3 ml de un medio específico para el transporte viral.
  6. Los tubos deberán ser limpiados en su parte externa con algún desinfectante de superficie o toallita impregnada en él.

Si la muestra es de frotis orofaríngeo, se utilizará el hisopo grueso y rígido sin mango de madera del kit para la toma de muestras:

  1. Se le pedirá a la persona que se siente, incline ligeramente hacia atrás la cabeza y abra la boca.
  2. Se sujetará la lengua con la ayuda del depresor lingual, se introducirá el hisopo hasta la orofaringe (pared posterior de la garganta).
  3. Se frotará el hisopo con firmeza contra la pared de la orofaringe durante 5 segundos.
  4. Se extraerá el hisopo y se introducirá en el tubo estéril con el preparado para transporte de virus.
  5. Los tubos deberán ser limpiados en su parte externa con algún desinfectante de superficie o toallita impregnada en él.

En el caso de que se tomen ambas muestras en una misma persona (nasofaríngea y orofaríngea), ambos hisopos podrán introducirse en el mismo tubo, que deberá ser conservado en nevera hasta su envío al laboratorio.

Las muestras, si son transportadas a otras instituciones recibirán el tratamiento de potencialmente infecciosas de categoría B y serán enviadas en un triple embalaje (norma UN3373).

En función del kit para la realización de la prueba, algunas de las indicaciones podrían variar.

BIBLIOGRAFÍA

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Nuevo Curso Diciembre 2020:

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